Laser Speckle Contrast Imager

#moorFLPI-2

Vollfeld-Videobildfrequenz-Blutflussbildgebung

  • Laser Doppler Imager is a standard accurate method we now use in our cerebral blood flow and brain perfusion in our laboratory.

    Momoh A. Yakubu, PhD
    Texas Southern University

  • Moor Instruments have consistently provided excellent help and support for my research.

    Kim Gooding, PhD
    University of Exeter Medical School

  • I expect to be using Moor Instrument’s technology for many years to come!

    Faisel Khan, PhD
    Ninewells Hospital & Medical School

  • I cannot rate the company or the staff highly enough.

    Jim House, PhD
    University of Portsmouth

  • It goes without saying that the company's imaging technology itself is superb!

    Gourav Banerjee
    Leeds Beckett University

  • We have found Moor equipment to be extremely dependable and innovative.

    Dean L. Kellogg, Jr., MD, Ph.D
    University of Texas Health Science Center

  • In a nutshell, moorFLPI-2 is the most user-friendly system for studying cerebral blood flow regulation in rodents.

    Chia-Yi (Alex) Kuan, MD, PhD
    Emory University School of Medicine

  • We can't recommend Moor instruments highly enough. The technology is at the cutting edge and the support second to none.

    Paul Sumners, PhD
    London South Bank University

Unser moorFLPI-2 Blutfluss-Imager basiert auf der Laser-Speckle-Methode für die Abbildung des Blutflusses in Gewebe in Echtzeit mit hoher Orts- und Zeitauflösung. Er bietet sich gleichermaßen für klinische Forschung und viele vorklinische Anwendungen an.

Die Benutzung ist einfach und ermöglicht eine schnelle, problemlose Bilderfassung des Blutflusses. Viele neue Analysefunktionen in unserer Software werden Ihnen helfen, um valide Aussagen aus Ihren Blutflussbildern ziehen zu können.

Einige wichtige Eigenschaften des moorFLPI-2:

  • Zur Bildgebung jedes oberflächlichen Gewebes (z. b. von Haut oder während einer Operation freigelegtes Gewebes).
  • Höchste räumliche Auflösung von 10 µm pro Pixel
  • Darstellung in Echtzeit mit Videofrequenz (25 Bilder pro Sekunde).
  • Erfasste Gewebegrößen von 5,6 mm x 7,5 mm bis 15 cm x 20 cm.
  • Pixelgenaue Koregistrierung von Blutflussbildern und Farbfotos des Gewebes.
  • Kompaktes Design mit flexibler Halterung für Klinik und Labor.

Bitte kontaktieren Sie uns, um die Anforderungen für Ihre Anwendung mit einem unserer Spezialisten besprechen zu können. Gerne führen wir Ihnen unser neues Laser-Speckle-System bei Ihnen vor.

Hier finden Sie einen informativen Artikel aus der Schriftreihe „Optics and Lasers Europe“ des britischen Institute Of Physics (IOP). Diese Publikation enthält einige Hintergrundinformationen zur Speckle – Vollfeldmethode und zu ihrer Entwicklungsgeschichte – von den ersten Anfängen bis zu den gegenwärtigen Fortschritten bei Moor Instruments. Der Artikel wird vom Erfinder der Methode, Dr. David Briers, kommentiert.

Das folgende Zubehör für den moorFLPI-2 können Sie ONLINE KAUFEN


Dieser Teil zeigt die eher allgemeinen Fragen unser Kunden. Wenn Sie eine Frage haben, die nicht in den unten gelisteten auftaucht, schreiben Sie uns doch eine email. Wir helfen Ihnen gerne weiter!


Q. Wie hoch ist die Eindringtiefe des moorFLPI-2?
A. Die Eindringtiefe hängt, wie bei der herkömmlichen Laser-Doppler-Bildgebung, von den optischen Eigenschaften des untersuchten Gewebes ab. Bei der Entstehung des Speckle-Contrast-Bildes, wird jedoch tendenziell eher die Durchblutung der oberflächlicheren Hautschichten abgebildet. Die effektive Eindringtiefe ist geringer, als die der herkömmlichen Laser-Doppler-Bildgeber, spiegelt also vielmehr die Durchblutung der oberen versorgenden Schichten, als die der tieferen und größeren Gefäße wider.

Q. Was ist die maximale Fläche, die mit dem moorFLPI-2 untersucht werden kann?
A. Die Bildfläche ist abhängig von dem verwendeten Vergrößerungsfaktor und dem Abstand zwischen Scankopf und Gewebe. Dies erlaubt vollständige Flexibilität von Flächen zwischen 5,6 mm x 7,5 mm bis zu 15 x 20 cm.

Q. Wie hoch ist die räumliche Auflösung des moorFLPI-2?
A. Der moorFLPI-2 erreicht eine Auflösung von bis zu 1 Mio. Pixel pro cm2 (50 µm im “spatial mode” mit bis zu 25 Hz und 10 µm im „temporal mode“ mit bis zu 1Hz).

Q. Wie kann ich dynamische Antworten mit dem moorFLPI-2 messen?
A. Der moorFLPI-2 wird in der gleichen Weise verwendet wie ein herkömmlicher Laser-Doppler-Bildgeber – für gewöhnlich werden Abweichungen von der Grundlinie gemessen. Der einzige Unterschied liegt in der hohen Bilderfassungsrate des moorFLPI-2 von 25 Bildern pro Sekunde, die viele neue und aufregende Forschungsmöglichkeiten eröffnet.

Q. Kann ich mit dem moorFLPI-2 Blutgefäße darstellen?
A. Ja, wenn die Blutgefäße an der Oberfläche des Gewebes liegen und das Gewebe ausreichend durchlässig für das Laserlicht ist. Dies macht die Technik ideal für zerebrale Bildgebung und offene Chirurgie im Allgemeinen.

Q. Wie oft muss ich das System kalibrieren?
A. Der moorFLPI-2 wird kalibriert ausgeliefert. Der Benutzer kann die Kalibrierung so oft wie nötig überprüfen; wir empfehlen eine monatliche Prüfung der Kalibrierung.

Q. Kann ich die Daten des moorFLPI-2 analysieren?
A. Bilddaten können auf die gleiche Weise wie bei den herkömmlichen Laser-Doppler-Bildgebern analysiert werden. Die aufgezeichneten Sequenzen bieten eine den Vergleich des Flusses innerhalb desselben Bildes oder beim selben Subjekt über den Verlauf der Zeit. Die Videofunktion erlaubt es dem Anwender zusätzlich bis zu 16 Regionen (regions of interest= ROI) zu definieren. Diese 16 Regionen können in Größe, Form und Position verändert werden und der Blutfluss in diesen Regionen kann in Echtzeit wiedergegeben werden – entsprechend einem 16-Kanal Laser-Doppler-Monitor. Das Herausnehmen von Einzelbildern aus dem Video zu flexiblen oder voreingestellten Intervallen, erlaubt dem Nutzer seine eigenen Sequenzen für die weitere Analyse zusammenzustellen.

Unser moorFLPI-2 wird in vielen Veröffentlichungen verwendet, und eine kleine Auswahl ist unten gegeben. Bitte kontaktieren Sie uns, wenn Sie weitere Veröffentlichungen benötigen.


Andersen, H. H., Gazerani, P., and Arendt-Nielsen, L., (2016).
High-concentration L-menthol exhibits counter-irritancy to neurogenic inflammation, thermal and mechanical hyperalgesia caused by TRPA1-agonist trans-cinnamaldehyde.
J Pain. pii: S1526-5900(16), pp30065-7.

Andersen, H. H., Lundgaard, A. C., Petersen, A. S., Hauberg, L. E., Sharma, N., Hansen, S. D., Elberling, J., and Arendt-Nielsen, L., (2016).
The Lancet Weight Determines Wheal Diameter in Response to Skin Prick Testing with Histamine.
PLoS One. 11(5).

Aubdool, A. A., Kodji, X., Abdul-Kader, N., Heads, R., Fernandes, E. S., Bevan, S., and Brain, S. D., (2016).
TRPA1 activation leads to neurogenic vasodilatation: Involvement of reactive oxygen nitrogen species in addition to CGRP and nitric oxide.
Br J Pharmacol. 173(15), pp:2419-33

Bezemer, R., Klijn, E., Khalilzada, M., Lima, A., Heger, M., Bommel , J . Van, and Ince, C., (2010).
Validation of near-infrared laser speckle imaging for assessing microvascular ( re ) perfusion.
Microvascular Research, 79(2), pp.139–143.

Bezemer, R., Legrand, M., Klijn, E., Heger, M., Post, I . C . J . H., van Gulik, T . M., Payen, D., and Ince, C., (2010).
Real-time assessment of renal cortical microvascular perfusion heterogeneities using near-infrared laser speckle imaging.
Optics express, 18(14), pp.15054–61.

Dusch, M., Schley, M., Rukwied, R., and Schmelz, M., (2007).
Rapid flare development evoked by current frequency-dependent stimulation analyzed by full-field laser perfusion imaging.
Neuroreport, 18(11), pp.1101–5.

Cowley, K., and Vanoosthuyze, K., (2016).
The biomechanics of blade shaving.
International Journal of Cosmetic Science. 38(Suppl 1), pp:17-2 3

Craighead, D. H., and Alexander, L. M., (2016).
Topical menthol increases cutaneous blood flow.
Microvasc Res., 107, pp:39-45.

Crapser, J., Ritzel, R., Verma, R., Venna, V. R., Liu, F., Chauhan, A., Koellhoffer, W.,, Patel, A., Ricker, A., Maas, K., Graf, J., and McCullough, L. D., (2016).
Ischemic stroke induces gut permeability and enhances bacterial translocation leading to sepsis in aged mice.
Aging (Albany NY). 8(5), pp:1049-63. doi: 10.18632/aging.100952

Gorbach, a. M., Wang, H., Wiedenbeck, B., Liu, W., Smith, P . D., and Elster, E., (2009).
Functional assessment of hand vasculature using infrared and laser speckle imaging.
Proceedings of SPIE, 7169, pp.716919–716919–9.

Hashimoto, T., Shibata, K., Nobe, K., Hasumi, K., and Honda, K., (2010).
A Novel Embolic Model of Cerebral Infarction and Evaluation of Stachybotrys microspora Triprenyl Phenol-7 (SMTP-7), a Novel Fungal Triprenyl Phenol Metabolite.
Journal of Pharmacological Sciences, 114(1), pp.41–49.

Hecht, N., Woitzik, J., Dreier, J . P., and Vajkoczy, P., (2009).
Intraoperative monitoring of cerebral blood flow by laser speckle contrast analysis.
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Hecht. N, Woitzik. J, König. S, Horn. P , V . P., (2013).
Laser speckle imaging allows real-time intraoperative blood flow assessment during neurosurgical procedures.
Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism, doi:10.103(33), pp.1000–1007.

Holstein-Rathlou, Henrik, N., Sosnovtseva , O . V, Pavlov, A . N., Cupples, W . a, Sorensen, C . M., and Marsh, D . J., (2011).
Nephron blood flow dynamics measured by laser speckle contrast imaging. American journal of physiology.
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Klijn, E., Hulscher, H . C., Balvers, R . K., Holland, W . P . J., Bakker, J., Vincent , A . J . P . E., Dirven, C . M . F., and Ince, C., (2013).
Laser speckle imaging identification of increases in cortical microcirculatory blood flow induced by motor activity during awake craniotomy.
Journal of neurosurgery, 118(2), pp.280–6.

Klijn, E., Niehof, S., de Jonge, J., Gommers, D., Ince, C., and van Bommel , J.,(2010).
The effect of perfusion pressure on gastric tissue blood flow in an experimental gastric tube model.
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McGuire, P . G., and Howdieshell, T . R., (2010).
The importance of engraftment in flap revascularization: confirmation by laser speckle perfusion imaging.
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Milstein, D. M. J., Ince, C., Gisbertz, S. S., Boateng, K. B., Geerts, B. F., Hollmann, M. W., Henegouwen, M. I. van B., and Veelo, D. P., (2016).
Laser speckle contrast imaging identifies ischemic areas on gastric tube reconstructions following esophagectomy.
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Moretti, R., Leger, P. L., Besson, V. C., Csaba, Z., Pansiot, J., Di Criscio, L., Gentili, A., Titomanlio, L., Bonnin, P., Baud, O., and Charriaut-Marlangue, C., (2016).
Sildenafil, a cyclic GMP phosphodiesterase inhibitor, induces microglial modulation after focal ischemia in the neonatal mouse brain.
Journal of Neuroinflammation, 13(95), DOI: 10.1186/s12974-016-0560-4.

Scully, C., Mitrou, N., Braam, B., Cupples, W., and Chon, K., (2016).
Detecting Interactions between the Renal Autoregulation Mechanisms in Time and Space.
IEEE Trans Biomed Eng. [Epub ahead of print], DOI: 10.1109/TBME.2016.2569453.

Shen, Y. I., Cho, H., Papa, A. E., Burke, J. A., Chan, X. Y., Duh, E. J., and Gerecht, S., (2016).
Engineered human vascularized constructs accelerate diabetic wound healing.
Biomaterials, 102, pp:107-19.

Shih, C-C., Hsu, L-P., Liao, M-H., Yang, S-S., Wang, C-Y., Ho, S-T., and Wu, C-C., (2016).
Role of sterile 20/sps1-related proline/alanine-rich kinase in mice with endotoxic shock.
Journal of Medical Sciences, 36(3), pp.101-107.

Stanhewicz, A., (2014).
Laser-Speckle Contrast Imaging: A Novel Method for Assessment of Cutaneous Blood Flow in Perniosis.
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Sun, Y .Y., Morozov, Y . M., Yang, D., Li, Y., Dunn, R . S., Rakic, P., Chan, P . H., Abe, K., Lindquist, D . M., and Kuan , C .Y., (2014).
Synergy of Combined tPA-Edaravone Therapy in Experimental Thrombotic Stroke.
PloS one, 9(6), p.e98807.

Themstrup, L., Welzel, J., Ciardo, S., Kaestle, R., Ulrich, M., Holmes, J., Whitehead, R., Sattler, E. C., Kindermann, N., Pellacani, G., and Jemec, G. B., (2016).
Validation of Dynamic optical coherence tomography for non-invasive, in vivo microcirculation imaging of the skin.
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Tian, Y., Huang, Litscher, G., Wang., Wang, G., Jia, S., Zhang, Y, Zhang , W., (2012).
Observation of Microvascular Perfusion in theHegu (LI4) Acupoint Area after Deqi Acupuncture at Quchi (LI11) Acupoint Using Speckle Laser Blood Flow Scanning Technology.

Wang, H., Deng, J., Tu, W., Zhang, L., Chen, H., Wu, X., Li, Y., and Sha, H., (2016).
The hematologic effects of low intensity 650 nm laser irradiation on hypercholesterolemia rabbits.
Am J Transl Res., 8(5), pp:2293-300.

Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., and Vogel, J., (2010).
What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice? Experimental brain research. Experimentelle Hirnforschung.
Expérimentation cérébrale, 207(3-4), pp.249–58.

Woitzik, J., Hecht, N., Pinczolits, A., Sandow, N., Major, S., Winkler, MK., Weber-Carsten, S., Dohmen, C., Graf,R., Strong, AJ., Dreier, JP., V . P . C . study group., (2013).
Propagation of cortical spreading depolarization in the human cortex after malignant stroke. Neurology.

Yu-Chang Yeh., Ming-Jiuh Wang., Chih-Peng Lin., Shou-Zen Fan., Jui-Chang Tsai, W .Z . S., (2012).
Enoxaparin sodium prevents intestinal microcirculatory dysfunction in endotoxemic rats. Critical Care.

Zhang, M.J., Sansbury, B.E., Hellmann, J., Baker, J.F., Guo, L., Parmer, C.M., Prenner, J.C., Conklin, D.J., Bhatnagar, A., Creager, M.A., and Spite, M., (2016).
Resolvin D2 enhances postischemic revascularization while resolving inflammation.
Circulation, 134(9), pp666-680.

Bei Moor Instruments steht die Produktentwicklung an erster Stelle. Deshalb behalten wir uns das Recht vor, die unten angeführten Spezifikationen ohne Ankündigung zu ändern.


Messprinzip

Laser-Speckle-Kontrast-Analyse.

Lasersicherheitsklassifizierung

Klasse 1 nach Direktive IEC 60825-1:2007 – Sichere Verwendung ohne Augenschutz.

Kalibrierung

Fabrikseitig kalibriert durch temperaturkontrollierten Motilitätsstandard.

Bildgröße

von 5,6 mm x 7,5 mm bis zu 15 cm x 20 cm (stufenlos verstellbare Zoomlinse).

Kamera/Bildgebung Auflösung

580 x 752 / 116 x 150 bis zu 580 x 752.

Bilderfassungsrate

von einem Bild pro 12 Stunden bis zu 25 Bildern pro Sekunde.

Betriebsmodi

Single Point (16 channel), Single Image and Video mode.

Optical Design

Motorised optical zoom and auto focus. Single camera / RGB illumination to match colour photo and blood flow images.

Measurement Algorithms

Temporal and Spatial processing (including fixed and sliding window algorithms).

Pixelauflösung

niedrigste Auflösung von 14500 Pixeln pro cm² bis zur höchsten Auflösung von 1 000 000 Pixeln pro cm².

Software

New! V5, refined over 20 years according to customer demands including advanced image acquisition, processing, editing, functionality and analysis.

Befestigungsmöglichkeiten:

Der Scankopf verfügt über eine VESA Befestigung. Tischhalterung, Mikromanipulatorständer oder klinischer Rollwagen erhältlich. Verwendbar mit fotografischer Ausrüstung, wie Dreibeinständern usw.

PC-Anschlüsse

1 x USB und 1 x Firewire (IEEE1394) Anschluss.

External Connections

Programmable trigger in / out function with BNC connections. USB connection of Moor Protocol modules for Pressure cuff control, Skin heating and Iontophoresis.

Gewährleistung

2 Jahre, Teile & Arbeitslohn, erweiterte Serviceverträge erhältlich.

Gewicht/ Dimensionen

Scankopf 23 cm x 12 cm x 25 cm, Scankopf 2,3 kg.

Stromversorgung

Universelle Spannung, 100 V – 230 V. Hinweis: Die Bilderfassungsrate ist unabhängig von der Frequenz der lokalen Stromversorgung.